Sensibilidad al fluconazol de aislamientos de Trichophyton rubrum
DOI:
https://doi.org/10.51481/amc.v56i1.827Resumen
Antecedentes: Trichophyton rubrum es el dermatofito más frecuentemente aislado a nivel mundial y afecta principalmente: piel glabra, uñas de las manos y de los pies. El fluconazol es utilizado con frecuencia para el tratamiento de las onicomicosis en nuestra población, por lo que el objetivo de la presente investigación fue estudiar la sensibilidad a este antifúngico, de aislamientos costarricenses de T. rubrum.
Métodos: se investigó la sensibilidad in vitro al fluconazol de 80 aislamientos de T. rubrum, obtenidos de muestras de piel y sus anexos. El método utilizado fue el de microdilución M-38A, descrito por el “National Committee for Clinical Laboratory Standards”. Las diluciones finales del fluconazol fueron de 0,25 a 128 µg/ml.
Resultados: la mayoría de los aislamientos fueron obtenidos de uñas de los pies (68,75%). El 86,25% de los aislamientos analizados presentaron una concentración mínima inhibitoria entre 0,25-8 µg/ml, el 8,75% entre 16-32 µg/ml y un 5% > 64 µg/ml. De estos aislamientos resistentes, dos fueron de uñas de los pies y dos de plantas de pie.
Conclusión: debido a que la mayoría de los aislamientos de T. rubrum demostraron ser sensibles al fluconazol, solo se recomienda realizar la prueba de sensibilidad a este antifúngico en casos de falla terapéutica, especialmente en pacientes con onicomicosis en la cual el tratamiento es prolongado.
Descargas
Citas
Ameen M. Epidemiology of superficial fungal infections. Clin Dermatol 2010;28:197-201.
Relloso S, Arechavala A, Guelfand L, Maldonado I, Walker L, Agorio I, et al. Onicomicosis: estudio multicéntrico clínico, epidemiológico y micológico. Rev Iberoam Mico 2012;29:157163.
Marín G. Diagnóstico de las dermatofitosis. San José: Editorial de la Universidad de Costa Rica,1991.
Salas-Campos I, Gross-Martínez N, Carrillo-Dover P. Micosis superficiales diagnosticadas en el Laboratorio de Micología Médica de la Universidad de Costa Rica. Rev Costarric Cienc Méd 2007;28:29-35.
Ballesté R, Mousqués N, Gezuele E. Onicomicosis revisión del tema. Rev Med Uruguay 2003;19:93-106.
Bradley MC, Leidich S, Isham N, Lewsky BE, Ghannoum MA. Antifungal susceptibilities and genetic relatedness of serial Trichophyton rubrum isolates from patients with onychomycosis of toenail. Mycoses 1999;43:105-110.
Carrillo-Muñoz AJ, Tur Tur C, Hernández-Molina JM, Santos P, Cárdene D, Giusiano G. Antifúngicos disponibles para el tratamiento de las micosis ungueales. Rev Iberoam Mico 2010;27:49-56.
Santos DA, Hamdan S. In vitro antifungal oral drug and drug-combination activity against onychomicosis causative dermathophytes. Med Mycol 2006;44:357-362.
Méndez-Tovar LJ, Manzano-Gayosso P, Velásquez-Hernández V, Millan-Chiu B, Hernández-Hernández F, Mondragón-González R, et al. Resistencia a compuestos azólicos de aislamientos clínicos de Trichophyton spp. Rev Iberoam Mico 2007;24:320-322.
Norris HA, Elewski BE, Ghannoum MA. Optimal growth conditions for the determination of the antifungal susceptibility of three species of dermathophytes with the use of a microdilution method. J Am Acad Dermatol 1999;40:S9-S13.
Jessup CJ, Warner J, Isham N, Hasa I, Ghannoum MA. Antifungal susceptibility testing of dermatophytes: Establishing a medium for inducing conidial growth and evaluation of susceptibility of clinical isolates. J Clin Microbiol 2000;38:341-344.
Clinical Laboratory Standards Institute. Reference method for broth dilution antifungal susceptibility testing of filamentous fungi. Approved standard M38-A2. 2nd edition Wayne, PA: Clinical and Laboratory Standards Institute, 2008.
Gross NT, Salas-Campos I. Métodos de diagnósticos en micología médica. San José: Editorial Universidad de Costa Rica, 2012.
Salas-Campos I, Gross-Martínez N. Agentes etiológicos de onicomicosis diagnosticadas en el laboratorio de micología médica de la Universidad de Costa Rica. Rev Costarric Cienc Méd 2012;54:114-118.
Elewski BE. Onychomycosis. Treatment, quality of life, and economic issues. Am J Clin Dermatol 2000;1:19-26.
Weitzman I, Summerbell R. The dermathophytes. Clin Microbiol Rev 1995;8:240-259.
Vesell ES. On the significance of the host factors that affect drug disposition. Clin Pharmacol Ther 1982;3:1-7.
Manzano-Gayosso P, Méndez-Tovar LJ, Hernández-Hernández F, López- Martínez R. la resistencia a los antifúngicos: un problema emergente en México. Gac Méd Méx 2008,144:23-26.
Carrillo-Muñoz AJ, Cárdenes CD, Carrillo-Orive B, Rodríguez V, del Valle O, Casals JB, et al. In vitro antifungal activity of voriconazole against dermatophytes and superficial isolates of Scopulariopsis brevicaulis. Rev Iberoam Micol 2005; 22:110113.
Méndez Castro C, Serrano MC, Valverde A, Pemán J, Almaeida C, Martín-Mazuelos E. Comparison of E-test® , disk diffusion and a modified CLSI broth microdilution (M 38-A) method for in vitro testing of itraconazole, fluconazole and voriconazole against dermatophytes. Med Mycol 2008; 46:119-123.
Publicado
Versiones
- 2014-01-30 (2)
- 2014-01-30 (1)
Cómo citar
Número
Sección
Licencia
Derechos de autor 2014 Acta Médica Costarricense
Esta obra está bajo una licencia internacional Creative Commons Atribución-NoComercial-SinDerivadas 4.0.
Los autores que publican en la revista Acta Médica Costarricense pueden distribuir, copiar, remezclar, retocar, leer, descargar, imprimir, buscar y crear a partir de su obra de modo no comercial, indicando los créditos a la revista y sus autores y compartir su obra en las mismas condiciones. Para ello se aplica la licencia Creative Commons Reconocimiento-NoComercial-CompartirIgual 4.0 Internacional(CC BY-NC-SA 4.0)